Artículo científico: Interacción de E. coli resistente a los antimicrobianos de los residuos de una granja lechera
durante los procesos de biodigestión
Publicación Semestral. Vol. 1, No. 2, julio-diciembre 2022, Ecuador (p. 1-16)
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Publicación Semestral. Vol. 1, No. 2, julio-diciembre 2022, Ecuador (p. 1-16). Edición continua
INTERACCIÓN DE E. Coli RESISTENTE A LOS ANTIMICROBIANOS DE LOS
RESIDUOS DE UNA GRANJA LECHERA DURANTE LOS PROCESOS DE
BIODIGESTIÓN
Rossana Carolina Mancheno Saavedra
1
, Dilan Rafael Ponce Haro1, Gabriel Molina
Cuasapaz1,2*
1 Facultad de Ciencias Agropecuarias y Recursos Naturales, Carrera de Medicina Veterinaria, Universidad
Técnica de Cotopaxi, Latacunga, Cotopaxi, 050101, Ecuador.
2 Research Unit, Life Science Initiative (LSI), Quito, 170102, Ecuador.
*Dirección para correspondencia: edie.molina7278@utc.edu.ec
Fecha de Recepción: 25-01-2022 Fecha de Aceptación: 18-03-2022 Fecha de Publicación: 31-07-2022
Resumen
La mayoría de las producciones lecheras en el Ecuador, desechan sin tratamiento los residuos orgánicos generados,
causando contaminación ambiental y diseminación de agentes patógenos, entre ellos bacterias resistentes a
antimicrobianos como la E. coli. La cual es el organismo modelo de enterobacterias, además causa la mayor parte
de infecciones adquiridas en la comunidad, especialmente infecciones del tracto urinario. Una alternativa para
limitar esta contaminación es la biodigestión, que permite obtener biol, el cual puede ser empleado como
fertilizante, a partir de residuos orgánicos. Sin embargo, la interacción de E. coli resistente a cefalosporinas de
tercera generación (C3G), en el proceso es incierta. Por lo tanto, se cuantificó la carga bacteriana, se testeó la
resistencia a antimicrobianos y se genotipificó las bacterias E. coli C3G al inicio (SP1), durante (SP2) y después
(SP3) del proceso de biodigestión. Los resultados indican que el proceso de biodigestión reduce alrededor del
99% de E. coli C3G, sin embargo, el 1% de las E. coli C3G que resistieron el proceso de biodigestión presentan
también multirresistencia al 50% de antimicrobianos testeados. Además, el gen de resistencia a C3G de mayor
prevalencia fue el blaCTX-M-2. En consecuencia, a pesar que el proceso de biodigestión reduce las E. coli C3G
de los residuos orgánicos generados en una hacienda lechera, las que resisten, son un riesgo, ya que poseen
componentes genéticos que les permiten resistir a otros antimicrobianos que se también se usan humanos,
comprometiendo la salud pública.
Palabras Clave: E. coli C3G, biodigestor, resistencia antimicrobiana, residuos lecheros.
IDs Orcid:
Carolina Mancheno Saavedra: https://orcid.org/0000-0002-9723-9813
Dilan Ponce Haro: https://orcid.org/0000-0002-2365-2322
Gabriel Molina Cuasapaz: https://orcid.org/0000-0002-1597-5957
Mancheno R., Ponce D., Molina G.
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INTERACTION OF ANTIMICROBIAL RESISTANT E. coli RESISTANT TO
ANTIMICROBIAN WASTE FROM A DAIRY FARM DURING BIODIGESTION
PROCESSES.
Abstract
Most dairy farms in Ecuador dispose of the organic waste generated without treatment, causing environmental
contamination and dissemination of pathogens, including bacteria resistant to antimicrobials such as E. coli.
Which is the model organism of enterobacteria, also causes most community-acquired infections, especially
urinary tract infections. An alternative to limit this contamination is biodigestion, which allows to obtain biol,
which can be used as fertilizer, from organic waste. However, the interaction of E. coli resistant to third-generation
cephalosporins (C3G), in the process is uncertain. Therefore, bacterial load was quantified, antimicrobial
resistance was tested, and E. coli C3G bacteria were genotypized at the beginning (SP1), during (SP2) and then
(SP3) of the biodigestion process. The results indicate that the biodigestion process reduces about 99% of E. coli
C3G, however, 1% of E. coli C3G that resisted the biodigestion process also have multi-resistance to 50% of
antimicrobials tested. In addition, the most prevalent C3G resistance gene was blaCTX-M-2. Consequently,
although the biodigestion process reduces E. coli C3G from organic waste generated on a dairy farm, those that
resist are a risk, since they have genetic components that allow them to resist other antimicrobials that are also
used in humans, compromising public health.
Keywords: E. coli BLEE, biodigester, antimicrobial resistance, dairy organic waste.
Recursos Naturales Producción y Sostenibilidad
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1. INTRODUCCIÓN
En los últimos años el problema de la resistencia bacteriana a los antibióticos se ha vuelto
crítica alrededor del mundo. La humanidad se encuentra a las puestas de una era denominada
post-antibiótica, en la cual los antibióticos, piedra angular de la medicina moderna, han perdido
su efectividad y una pequeña herida podría ser causa de gangrena, las típicas infecciones del
tracto urinario (ITU) podrían convertirse con facilidad en infecciones sistémicas y las cirugías
más simples no serían posibles sin un alto riesgo de fallecer por una infección oportunista
(O’Neill, 2016). Es alarmante la rápida propagación mundial de bacterias multirresistentes que
se dan por un proceso natural, obteniendo la capacidad para neutralizar y/o resistir al efecto de
uno o varios antimicrobianos (Ministerio de Salud Pública, 2018). Por otro lado, la creación de
antimicrobianos nuevos lleva años sin resultados significativos (Blanco et al., 1996), en la
década de 1980 se introdujeron las fluoroquinolonas, posteriormente solo se han desarrollado
variantes de los antimicrobianos ya existentes (Jinks, 2017). En consecuencia, la OMS en el
2017 realizó una lista de patógenos prioritarios resistentes a los antimicrobianos, en la que se
incluye precisamente a la E. coli C3G dentro de la categoría de prioridad crítica (OMS, 2017).
No obstante, lo catastrófico de este problema, es que el mismo se encuentra relegado en la
mayor parte del Ecuador y se lo considera un problema hospitalario o de las grandes ciudades.
En Ecuador, el Instituto Nacional de Investigación en Salud Pública (INSPI) es la entidad
gubernamental que se encarga de monitorear la resistencia antimicrobiana (RAM) y hasta el
año 2017, donde participaron 44 hospitales, evidenciaron que la E. coli alcanzó un porcentaje
del 61% en relación a otros microorganismos, sumado a esto, presenta resistencia a las
cefalosporinas mayores o iguales al 50% en comparación a otros antimicrobianos (MSP, 2018).
A pesar de la falta de datos desde la última vigilancia, se presumen que en los años siguientes
esta tasa ha aumentado debido a múltiples factores, es así que, la OMS estima que en el 2050
la resistencia antimicrobiana será la principal causa de defunción a nivel global (Crespo Garay,
2018). De hecho, en el río Machángara del centro urbano de la ciudad de Quito, se encontró la
presencia de E. coli resistente a cefotaxima en concentraciones entre 2 700 y 540 000 UFC/100
ml (Ortega-Paredes et al., 2019). De ahí que, se presume contaminación río arriba. En el
transcurso de los ríos, en el Ecuador, es común que se encuentren explotaciones agropecuarias,
quienes en su mayoría desechan los desperdicios orgánicos directamente en los cuerpos de
agua. Por lo tanto, se considera que una de las fuentes de diseminación de la RAM es el
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deficiente manejo de los residuos ganaderos en la producción lechera de bovinos (Molina
Cuasapaz et al., 2020), provocando que estas bacterias resistentes alcancen incluso otros
ambientes de manera indirecta (Calvo & López, 2019). Por ejemplo, legumbres y vegetales
que se rieguen con esas aguas contaminadas, y se expenden en mercados de Quito (Ortega-
Paredes et al., 2018). De tal forma, que el déficit de manejo de los residuos de las explotaciones
pecuarias podría generar un problema en la salud pública. Por lo tanto, se considera que los
productores pecuarios son un punto clave para que la propagación de este tipo de bacterias
disminuya, a partir del tratamiento de los residuos orgánicos, por ejemplo, el uso de
biodigestores. Los cuales, podrían transformar dichos residuos en fertilizantes y energía en
forma de gas. Sin embargo, es necesario caracterizar la interacción de las E. coli, como modelo
de enterobacterias y la resistencia a cefalosporinas de tercera generación como modelo de
resistencia antimicrobiana en lo biodigestión de residuos orgánicos de en una explotación
pecuaria productora de leche de vacas.
2. METODOLOGÍA
2.1 Fase de campo
La investigación se realizó en los meses de octubre 2021 a marzo 2022 en la hacienda LYG
FARM (Figura 1) ubicada en la provincia de Pichincha, cantón Quito, parroquia La
Ecuatoriana, barrio Santa Clara. Ubicada geográficamente a 3050 msnm, a 0° 17´ S y
78° 35´ O, la temperatura promedio presentada, en la hacienda, en esa época fue 15±5 °C,
mientras que la precipitación promedio fue 275 mm.
Figura 1. Ubicación geográfica por vista satelital de la hacienda LYG FARM
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Las muestras fueron recolectadas en los 3 puntos del biodigestor (Figura 2) de la hacienda LYG
FARM: SP1, SP2 y SP3.
Figura 2. Puntos de muestreo del biodigestor (Homebiogas 2.0)
SP1 es un colector plástico donde se unen los residuos orgánicos que se producen en la sala
de ordeño de la hacienda y baño del uso humano, así como, desechos de comida (excepto
detergentes), presentó una consistencia semisólida; SP2, interior del biodigestor (anaerobiosis),
se encuentran todos los residuos orgánicos mezclados con la población bacteriana propia del
biodigestor, presentó una consistencia semisólida; y SP3, salida del biodigestor, el biol, se
presentó una consistencia líquida de color amarillo. Se colectaron 100ml de cada punto en 3
repeticiones.
2.2 Fase de laboratorio
La cuantificación, se realizó mediante el cultivo en Tryptone Bile Glucoronic Agar (TBX Agar)
selectivo para E. coli, con la adición de 5 µl/ml de ceftriaxona (CRO) a la mitad del agar
preparado. Así mismo, las muestras se diluyeron de la siguiente forma: SP1 a 10-5, SP2 a 10-1
y SP3 a 10-1 considerando las características físicas de los puntos de muestreo. Una vez
obtenidas las diluciones, se utilizó un filtro nanopore (Millipore Corporation Bedford, MA
01730) de 0.45 µm para filtrar las bacterias mayores a este diámetro. El filtro se colocó sobre
las placas con el medio TBX y TBX+CRO preparadas se incubó durante 18 horas a una
temperatura de 37 ± 1 °C, después se realizó el conteo de UFC/ml de cada placa para estimar
la dinámica de carga bacteriana a través de los tres puntos antes mencionados en el transcurso
de los residuos lecheros en el biodigestor.
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La resistencia antimicrobiana se testeo se seleccionando 10 colonias con la morfología y el
color característico de E. coli. Después, se realizó una suspensión de cada una de las colonias
de un cultivo puro, en 10 mililitros (ml) de suero fisiológico estéril, a una concentración de 0.5
MacFarland. Posteriormente, se sembró homogéneamente esta suspensión en cajas petri con
agar Mueller Hinton. Se dispuso sobre el agar, discos de inhibición de las siguientes familias
de antibióticos: Aminoglucósidos (Amikacina, Gentamicina, Netilmicina), Quinolonas (Ácido
Nalidíxico, Ciprofloxacina, Levofloxacina, Norfloxacino), Beta-lactámicos (Aztreonam,
Cefoxitina, Cefepima, Cefotaxima, Ceftazidima, Imipenem), Tetraciclinas (Doxiciclina,
Tetraciclina), Fosfonatos (Fosfomicina), Macrólidos (Azitromicina), Anfenicoles
(Cloranfenicol), Nitrofuranos (Nitrofurantoína), Antagonistas del folato
(Sulfametoxazol/trimetoprima) y Glicilciclinas (Tigeciclinas). Se incubó a 37° C por 24 horas
y finalmente se midió la susceptibilidad de los antibióticos de acuerdo con el diámetro del halo
generado alrededor de las colonias, considerando los valores propuestos por la CLSI M100
30th Edition. Journal of Services Marketing (Vol. 30th). (Anexo1)
Posteriormente, en 10 tubos eppendorf se colocó 300 µl de TE buffer (1N TRIS, 05M EDPA,
pH 8.0) por cada uno de estos, adicionalmente en la misma cantidad de tubos eppendorf se
colocó 1000 µl de caldo de soja tríptica (TSB) (Becton, Dickinson and Company Sparks, MD
21152, USA). Se identificaron con códigos a cada una de las colonias que fueron tomadas para
la muestra, al igual que los tubos eppendorf con cada uno de los medios y se realizó un raspado
en cada una de las colonias seleccionadas con un asa estéril, la misma que se introdujo primero
en el tubo eppendorf que contenían medio TE, y posteriormente la misma asa se introdujo en
los tubos eppendorf que contenían el caldo TSB. Después, los 10 tubos eppendorf con caldo
TSB se llevaron a incubar durante 24 h, para posteriormente agregar 500 µl de glicerol para su
almacenamiento como ADN de respaldo. Por otro lado, los 10 tubos eppendorf con medio TE
buffer se llevaron al termo bloque durante 10 minutos a una temperatura de 90 °C, para luego
ser centrifugados durante 3 minutos a 12400 rpm. Finalmente, se extrajo 150 µl del
sobrenadante (ADN), los cuales fueron depositados en nuevos tubos eppendorf previamente
identificados de acuerdo con las colonias tomadas.
Finalmente, se genotipificó las colonias mediante una PCR múltiple, empleando Master Mix
Hot Start Taq (GOLDBIO) 12.5 µl (2x), iniciador derecho 1 µl (10mM), iniciador izquierdo 1
µl (10mM) (Eurofins Genomics 8785689), ADN 3.5 µl (~200 nmol) y agua libre de nucleasas
hasta completar 25 µl. Los protocolos programados en el termociclador correspondientes a
cada familia génica blaCTX-M se muestran en la Tabla 2.
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Tabla 2. Protocolo de identificación de la familia génica blaCTX-M en la PCR
Para la interpretación del resultado de la PCR, se preparó el gel de agarosa con 80 ml de TBE
5X, 1.5 g de Agarosa y Sybr gold (1 µl), el cual se colocó en la cámara de solidificación con
un peine que enmarca los espacios donde posteriormente introducimos el resultado PCR (5 µl).
Una vez completado este proceso se colocó el gel en la cámara de electroforesis a 150 voltios,
400 mAh durante 45 minutos y transcurrido dicho tiempo se llevó el gel al transiluminador,
para observar las bandas de acuerdo con el peso molecular del gen.
3. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
3.1 Cuantificación.
La interacción de las bacterias resistentes a E. coli C3G de la hacienda LYG FARM en los
procesos de biodigestión se muestran a continuación. Con respecto a la cuantificación, en el
primer punto de muestreo (SP1), se encontró alrededor de 2833.33 UFC/ml de E. coli C3G,
volumen superior al reportado por (Molina Cuasapaz et al., 2020) en una investigación similar,
e inferiores a las reportadas por Resende et al., 2014. En el mismo punto (SP1) se encontró
alrededor de 13333.3 UFC/ml de E. coli, cantidad mínima con respecto al rango superior
(2300000 UFC/ml de E. coli) reportado en heces de bovinos (Fox et al., 2007) considerando
que el porcentaje de E. coli en animales sanos oscila entre el 7 y 30 % (Blanco et al., 1996).
En cambio, dentro del biodigestor en el segundo punto de muestreo (SP2), se evidenció un
descenso de la cantidad de E. coli C3G a 0.78 UFC/ml, así también bajó la cantidad total de E.
Gen bla
CTX-M1
CTX-M9
CTX-M2
CTX-M8
ºC
ºC
Tiempo
ºC
Tiempo
ºC
Tiempo
Desnaturalización
inicial
94°C
94°C
5min
94°C
5min
94°C
5min
SEGMENTADO
Desnaturalización
94°C
94°C
30s
94°C
30s
94°C
30s
Alineación
60°C
55°C
30s
55°C
30s
55°C
30s
Extensión
72°C
72°C
30s
72°C
30s
72°C
30s
Extensión Final
72°C
72°C
7min
72°C
7min
72°C
7min
CICLOS
35
35
35
35
Iniciador
derecho
CCCATGGTTAAATCACTGC
TGGTGACAAAGAGAGTGCAACG
ATGACTCAGAGCATTCG
TGAGACATCGCGTTAAG
Iniciador
izquierdo
CAGCGCTTTTGCCGTCTAAG
TCACAGCCCTTCGGCGAT
TGGGTTACGATTTTCGCCGC
TAACCGTCGGTGACGATTTT
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coli a 2500 UFC/ml (Figura 1), lo cual podría indicar que, en el proceso de digestión anaerobia,
existen varios factores que disminuyen la cantidad de E. coli C3G y E. coli, uno de ellos podría
ser la temperatura ya que entre los 15 °C a 25 °C se reduce la E. coli (Ahlberg-Eliasson et al.,
2021; FAO, 2011; Hilbert, s. f.; Manyi-Loh et al., 2016), el biodigestor utilizado funciona a
una temperatura mayor a 20 °C (HomeBiogas 2.0, s. f.).
Conjuntamente, otro factor que podría influir en la reducción de E. coli C3G es la sintrofia, una
forma de simbiosis de dos o más grupos de bacterias metabólicamente diferentes que combinan
sus capacidades obteniendo el poder para degradar o catabolizar diversos sustratos (Amani
et al., 2010; Morán Parrales, 2019; Ortiz Cabrera, 2015), se ha demostrado que en la digestión
anaerobia se puede encontrar varios grupos de bacterias con características sintróficas
(Clostridium, Lactobacillus, Syntrophobacter wolinii, Syntrophomonas wolfei y Smithella sp.)
(Ahlberg-Eliasson et al., 2021; Corrales et al., 2015; Manyi-Loh et al., 2013) responsables de
las etapas acetogénicas y metanogénicas dentro del biodigestor (Parra Huertas, 2015), en donde
se degradan sustratos debido a que actúan sobre los productos resultantes de las etapas
anteriores (Amani et al., 2010). Se ha demostrado que los grupos de bacterias con
características sintróficas que se encuentran en el proceso de digestión anaerobia de los
desechos y que cumplen varias funciones durante el mismo, tienen la capacidad de remoción
del 99% en coliformes totales como Salmonella spp. y E. coli (Hassaneen, 2021; Morán
Parrales, 2019).
En el SP3 se contabilizó una disminución significativa de E. coli C3G a 0.75 UFC/ml,
resultados similares a los reportados (Molina Cuasapaz et al., 2020), es evidente que el
biodigestor utilizado, en las condiciones que se realizó en la investigación, reduce la cantidad
de E. coli C3G en el tratamiento de los residuos orgánicos de la hacienda. Así mismo, en este
punto, se reporta una cantidad de 2500 UFC/ml de E. coli, que representa el 18% del total de
E. coli que ingreso en el SP1, y aunque forme parte de la flora bacteriana normal, también es
un indicador de contaminación fecal en el agua y los alimentos (Heras-Sierra et al., 2016). En
síntesis, se redujo en un 99.97% la E. coli C3G, entre el SP1 y el SP3 (Tabla 3), resultado
similar al encontrado en Brasil a partir estiércol bovino donde la cuantificación se redujo en un
99.96% (Resende et al., 2014).
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3.2 Resistencia antimicrobiana
Por otro lado, con respecto a la multirresistencia de las E. coli C3G aisladas, presentaron
resistencia a los 15 de los 21 antimicrobianos testeados, y a 8 de las 10 familias de
antimicrobianos (Figura 3). Entre los antimicrobianos con mayor presencia de resistencia, se
encuentra la ciprofloxacina y el ácido nalidíxico 68.75%, la tetraciclina 62.5%, el cloranfenicol
y la levofloxacina 50%, la norfloxacina 43.75%, el sulfametoxazol-trimetoprima 31.25%, la
fosfomicina 25%. De este grupo de antimicrobianos la ciprofloxacina, la tetraciclina, el ácido
nalidíxico, la levofloxacina, la fosfomicina y el sulfametoxazol-trimetropin se han especificado
para uso veterinario en múltiples especies (Organización Mundial de Sanidad ANimal, 2018),
a pesar de que no se han desarrollado nuevos antimicrobianos, si se han realizado mejoras a los
ya existentes, determinándolos como antimicrobianos de tercera y cuarta generación los cuales
son de uso exclusivo intrahospitalario como son el imipenen y la tigeciclina (Martín-Aragón,
2011) utilizados en esta investigación sin mostrar resistencia alguna, por otro lado, el
cloranfenicol y la levofloxacina también se catalogan para uso intrahospitalario (J. Calvo &
Martínez-Martínez, 2009), mientras que la ciprofloxacina, el ácido nalidíxico, la tetraciclina,
norfloxacina, sulfametoxazol-trimetropin y la fosmocina se pueden encontrar en farmacias bajo
prescripción médica.
En detalle, en el SP1, se presentó resistencia a los 7 de los 21. Mientras que el SP3, se presentó
resistencia en 14 de los 21 antimicrobianos probados. Por otro lado, antimicrobianos como la
amikacina, cefepima, tigeciclina, gentamicina, netilmicina e imipenem no presentaron
sensibilidad en los 3 puntos de muestreo, mientras que en 8 antimicrobianos probados, el p-
value fue superior a 0.05, así es el caso de la azitromicina, ácido nalidíxico, cefoxitina,
doxiciclina, nitrofurantoína, ceftazidima, fosfomicina y sulfametoxazol-trimetoprima, los
mismos que presentaron un incremento en la resistencia antimicrobiana en el SP3. Por último,
el p-value mostro diferencia significativa (< 0.05) en 6 antimicrobianos de los 21 probados
como son: ciprofloxacina, cloranfenicol, tetraciclina, aztreonam, norfloxacina y levofloxacina,
debido a que su reducción se evidencia desde el SP1 al SP3.
La E. coli tiene una alta habilidad para sobrevivir en ambientes adversos, debido a que toma
partes de código genético de otras fuentes para replicarse rápidamente (Mundasad, 2011). Por
ejemplo, en un estudio de antagonismo entre P. aeruginosa y E. coli, la E. coli, tras estar en
Mancheno R., Ponce D., Molina G.
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exposición contra las toxinas de P. aeruginosa, mostraron una evolución molecular paralela y
una convergencia adaptativa en cuanto a genes (Khare & Tavazoie, 2015). Considerando esto,
se podría relacionar porque aumento la resistencia en el SP3 de algunos antimicrobianos que
no mostraron resistencia en el SP1, ya que la exposición a otros microorganismos en dichas
condiciones físicas del biodigestor podría hacer que la E. coli modifique sus genes para
garantizar su supervivencia durante todo el proceso de biodigestión, obteniendo nuevos
códigos genéticos para mostrar resistencia a otros antimicrobianos.
Nota. Las letras (S) indican sensibilidad, mientras que las (R) representa resistencia y las (I) intermedio. AK,
amikacina; ATM, aztreonam; AZM, azitromicina; C, cloranfenicol; CAZ, ceftazidima; CIP, ciprofloxacina;
CTX, cefotaxima; DO, doxiciclina; F, nitrofurantoína; FEP, cefepime; FF, fosfomicina; FOX, cefoxitina; IMP,
imipenem; LEV, levofloxacina; NAX, ácido nalidíxico; NET, netilmicina; NOR, norfloxacina; SXT,
trimetoprim / sulfametoxazol; TE, tetraciclina; TGC, tigeciclina
Figura 3. Perfil de multirresistencia de las E. Coli resistentes a cefotaxima aisladas del
proceso de biodigestión.
Debido a que, los rasgos de resistencia a múltiples antimicrobianos puede transferirse por
conjugación de la bacteria resistente a la sensible por medio de plásmidos, dando lugar a nuevas
especies o cepas resistentes (Buxton & Fraser, 1977). Entonces, este es uno de los métodos
más importantes para la movilización de genes de resistencia, debido a que los plásmidos son
quienes replican y codifican proteínas para nuevos genes y que pueden ser heredables de
manera estable, especialmente los asociados a resistencia antimicrobiana, muchos de estos
plásmidos son capaces de ser transferidos a un amplio rango de huéspedes a tal punto de pasar
límites de género y especie (Di Conza et al., 2013). La diseminación que más se asocia con el
uso del biodigestor es la horizontal, ya que en esta, existe una recombinación homóloga entre
cepas o especies cercanamente relacionadas, integrando nueva información genética
permitiendo una adaptación rápida a nuevos ambientes o a condiciones ambientales
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desfavorables y la participación en el establecimiento de procesos de cooperación microbiana,
ya sea por medio de los plásmidos o de los integrones que logran esta diseminación horizontal
(Vignoli, 2017).
3.3 Genotipificación
Así mismo, los resultados muestran que el 43.75% de las E. coli resistentes a C3G contienen
genes blaCTX-M, los cuales son dominantes sobre otros tipos de genes de resistencia. Incluso
existen algunas variantes que pueden ser dominantes sobre otras dentro de la misma familia
blaCTX-M debido a su presencia natural en los diferentes medios. En la cuantificación, el gen
blaCTX-M-1 tuvo nula presencia dentro del ensayo, pues, coincide con una investigación realizada
a partir de las heces de varios animales (perros, bovinos, cerdos, pollos y caballos) en Canadá
para identificar la diversidad de E. coli blaCTX-M donde reportaron que el gen blaCTX-M-1 fue la
variante dominante encontrada en aislamientos de pollos (91%) y caballos (100%), mientras
que en bovinos solo alcanzó una presencia del 5% (Cormier et al., 2019). Por otra parte, el gen
blaCTX-M-9 tampoco se presentó dentro de la cuantificación, y justamente se ha informado que
en este grupo la frecuencia de presentación es hospitalaria (Merida-Vieyra et al., 2016). Por
ejemplo, en una investigación realizada en España a partir de heces fecales de humanos en un
hospital, este gen fue el más prevalente con un 81.54% (Garrido et al., 2014).
De este modo, puede sugerir que los elementos genéticos que llevan estas variantes dan como
resultado una ventaja selectiva particular en estas especies animales, ya sea a través de la
colonización, la adaptación metabólica al tracto digestivo del huésped o una mayor estabilidad
ambiental. (Cormier et al., 2019).
El gen blaCTX-M-8, también ha sido reportado en múltiples especies, especialmente en aves y
bovinos que son destinados para la faena y el consumo para humanos (Nahar et al., 2018;
Palmeira et al., 2020), lo que ha generado un problema de salud pública a nivel mundial, ya
que la diseminación de los genes se está provocando de manera directa por el consumo de
alimentos de origen animal que tienen los genes blaCTX-M dentro de sus tejidos (Ferreira et al.,
2014; Sartori, 2018).
De manera simultánea, se evidenció que el gen más prevalente es el blaCTX-M-2, este se detectó
en Japón como primera descripción de E. coli C3G en heces bovinas (Palmeira & Ferreira,
Mancheno R., Ponce D., Molina G.
12
2020), el mismo que se logró aislar en pacientes del Hospital Vicente Corral Moscoso en
Cuenca-Ecuador, donde 9 de 45 resultaron positivos para este tipo de gen de E. coli C3G (Pérez
Mesa, 2015). Mientras que en especies animales el gen se ha podido encontrar en el intestino
sano de especies de consumo humano, como son bovinos y aves de engorde (Ferreira et al.,
2014; Sartori, 2018).
La E. coli C3G se puede hallar de manera natural en las producciones bovinas lecheras. Así
mismo, este gen ha sido reportado en especies de consumo humano como son aves y porcinos,
aisladas de muestras que han sido tomadas directamente de la carne a consumir (Casella, 2012).
4. CONCLUSIÓN
En conclusión, en la hacienda LYG FARM se generan E. coli C3G en los residuos orgánicos
desecho de la producción lechera, el manejo y uso adecuado de antimicrobianos no es suficiente
para detener la diseminación de estas bacterias, de hecho, a pesar de que en la hacienda lechera
se tiene un correcto manejo de los diferentes antimicrobianos y la idea principal es la
prevención de enfermedades, se pudo encontrar altos rastros de resistencia en un elevado
número de antimicrobianos. Por lo que al implementar el uso de un biodigestor para el manejo
de residuos lecheros se logró reducir a niveles muy bajos la presencia de E. coli C3G, lo que
influiría directamente en el ámbito de la salud pública y por consiguiente en el concepto de
“Una sola salud”, ya que devolveríamos residuos con bajos niveles de E. coli y E. coli C3G al
ambiente, incluso podemos contribuir con la mitigación de algunos de los problemas
ambientales más apremiantes del mundo como el calentamiento global, el cambio climático, la
degradación de las tierras, la contaminación atmosférica y del agua, y la pérdida de
biodiversidad además de obtener fertilizante de alta calidad libre de estas bacterias y energía
renovable. Sin embargo, aunque el biodigestor es capaz de reducir la presencia de E. coli C3G,
al mismo tiempo, debido a las condiciones físicas, la adaptabilidad y la evolución de la E. coli
también puede llegar a presentar una variabilidad en la multirresistencia de determinados
antimicrobianos. Por otro lado, los genes tipo blaCTX-M están teniendo cambios muy rápidos e
impredecibles en cuanto a su variabilidad y diseminación, especialmente el gen blaCTX-M-2 por
su alta cuantificación en la investigación; además, su presencia se encuentra especialmente en
especies de producción que están destinadas para el consumo por lo que es de suma importancia
dentro de la seguridad alimentaria.
Recursos Naturales Producción y Sostenibilidad
Artículo científico: Interacción de e. coli resistente a los antimicrobianos de los residuos de una granja lechera
durante los procesos de biodigestión
Publicación Semestral. Vol. 1, No. 2, julio-diciembre 2022, Ecuador (p. 1-16)
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Anexo 1
Tabla 3. Parámetros de susceptibilidad de los antibióticos utilizados.
Antimicrobianos
≥S
SDD
I
R
1
Aztreonam
30μg
21
-
18-20^
17
2
Ácido nalidíxico
30μg
19
-
14-18
13
3
Amikacina
30μg
17
-
15-16^
14
4
Azitromicina
15μg
13
-
-
12
5
Cefotaxima
30μg
26
-
23-25^
22
6
Ceftazidima
30μg
21
-
18-20^
17
7
Cefepima
30μg
25
19-24
-
18
8
Cefoxitina
30μg
18
-
15-17^
14
9
Ciprofloxacina
5μg
26
-
22-25^
21
10
Cloranfenicol
30μg
18
-
13-17
12
11
Doxiciclina
30μg
14
-
11-13
10
12
Fosfomicina
200μg
16
-
13-15
12
13
Gentamicina
10μg
15
-
13-14^
12
14
Imipenem
11μg
23
-
20-22
19
15
Levofloxacina
5μg
21
-
17-20^
16
16
Netilmicina
30μg
15
-
13-14^
12
17
Nitrofurantoína
300μg
17
-
15-16
14
18
Norfloxacino
10μg
17
-
13-16
12
19
Sulfametoxazol/trimetoprima
5μg
16
-
11-15
10
20
Tigeciclina
15μg
21
Tetraciclina
30μg
15
-
12-14
11
Nota: Tomado de Clinical and Laboratory Standards Institute (2020)